鸭疫里默氏杆菌病的流行现状及防控措施

摘要：鸭疫里默氏杆菌病是一种由里默氏杆菌（Riemerella anatipestifer）引起的严重传染性疾病。该病的临床表现包括呼吸道症状、败血症、高死亡率等，给全球家禽养殖业带来了巨大的经济损失。近年来，随着家禽养殖规模的扩大和养殖密度的增加，鸭疫里默氏杆菌病的流行范围和发病率呈现上升趋势。通过流行病学调查和实验研究，本文综述了里默氏杆菌病的流行现状、主要传播途径及其防控措施。研究结果表明，鸭疫里默氏杆菌病在各地的家禽养殖场中广泛存在，其主要传播途径包括空气传播、接触传播和垂直传播。防控措施方面，实施严格的生物安全管理、疫苗接种以及合理使用抗生素及噬菌体疗法，均能有效减少鸭疫里默氏杆菌病的发生和传播。本文的研究为家禽养殖业提供了科学的防控策略，有助于减轻鸭疫里默氏杆菌病的危害，保障家禽健康和养殖业的可持续发展。

关键词：鸭疫里默氏杆菌病、流行病学、传播途径、防控措施

一、前言：

鸭疫里默氏杆菌病从 1932 年在美国的纽约长岛被发现至今已有 100 多年，中国的首次报道是 1982 年，截止目前为止已有四十余年，但该病在养鸭业仍占据重要地位，给养鸭业的健康发展带来了严重的影响[1]。主要因为该菌血清型众多，多个血清型之间无交叉保护性[2]。程安春等从全国各地分离并鉴定的 1，842 株 RA 中鉴定出 15 个血清型，其中还有部分为新发现血清型[3]。鸭疫里默氏杆菌病又称为鸭传染性浆膜炎，是由鸭疫里默氏杆菌引起，该菌为革兰氏阴性菌，主要感染鸡、鸭、鹅等多种禽类[4]。雏鸭在 1-8 周龄时易被感染，尤其是 2-3 周龄时感染率达到最高[5]，细菌从侵入宿主动物开始，便迅速繁殖通过血液到达体内的各个器官和组织，引起严重的系统性浆膜炎[6]。该病一旦在鸭群中流行起来，便会反复感染，难以根除。该菌在鸭群中的传播途径主要通过空气传播和与发病动物共同饮水或采食引起[7]。

二、流行现状

1.国内流行情况：在中国，鸭疫里默氏杆菌病广泛存在于各地的家禽养殖场，尤其是养殖密集的华东、华南地区，疫情尤为严重[8]。

三、传播途径

自然条件下1-8周龄的鸭均易感，2-3周龄雏鸭情况最为严重；5周龄以下的雏鸭，在症状出现后1-2天就可能死亡，较大日龄的鸭，存活时间可能会相对较长；8周龄以上的发病症状较为少见[10]。该病一年四季均可发生。主要与饲养管理水平和养殖条件息息相关。可通过污染的饲料、饮水、飞沫、尘土等，经消化道、呼吸道或皮肤伤口（特别是足蹼部皮肤）感染。该菌在不同品种的鸭中均可感染发病。死亡率高达85%以上。

研究发现鸭疫里默氏杆菌是一种可以侵入中枢神经系统的血源性细菌[11]，例如那些引起脑膜炎的细菌，已经发展出特定的机制来绕过血脑屏障。因此，许多研究旨在了解这些机制，迄今为止，已经证实细菌通过跨细胞途径、细胞旁途径或通过特洛伊木马机制穿过血脑屏障[12]。了解鸭疫里默氏杆菌如何改变宿主的血脑屏障通透性并导致屏障功能障碍，将有助于开发预防中枢神经系统感染的新策略[13]。据报道，鸭疫里默氏杆菌可以进入中枢神经系统[14]。然而，没有研究表明，当鸭疫里默氏杆菌进入中枢神经系统时，血脑屏障受损。Chen等在研究中采用了体外和体内两种感染模式，阐明在鸭疫里默氏杆菌感染过程中血脑屏障的受损过程。他们的发现直接证明了鸭疫里默氏杆菌感染可导致血脑屏障完整性严重受损，并显著增加体内和体外的血脑屏障通透性[15]。接下来，他们研究了鸭疫里默氏杆菌的感染是否以及如何导致血脑屏障损伤。发现鸭疫里默氏杆菌感染诱导快速SspA介导的TJ蛋白闭锁蛋白和BM蛋白IV型胶原的降解，这有助于细菌感染诱导的血脑屏障破坏。TJ是血脑屏障的重要结构成分，SspA是通过鸭疫里默氏杆菌T9SS分泌的金属蛋白酶[16]。在之前的研究中，鸭疫里默氏杆菌SspA被证实与细菌毒力和宿主明胶、纤维蛋白原和杆菌肽LL-37的降解有关[17]。细菌分泌的金属蛋白酶可以破坏宿主血脑屏障的完整性。例如，炭疽杆菌lnhA通过内皮紧密链接蛋白小带闭锁蛋白（ZO）-1的蛋白水解攻击，导致与炭疽脑膜炎相关的血脑屏障破坏[18]。

细菌侵入血脑屏障后，宿主免疫途径的刺激对脑膜炎的发展至关重要。脑内皮细胞、小胶质细胞、星形胶质细胞和浸润性免疫细胞释放的炎症因子可增加血管通透性，破坏中枢神经系统的完整性[19]。与其他类型的细菌性脑膜炎中出现的病理变化类似，鸭疫里默氏杆菌介导的血脑屏障破坏导致大脑中的严重炎症，大量炎症基因高表达[20]。在之前的研究中发现鸭疫里默氏杆菌感染导致雏鸭脑组织中IL-1β、IL-2、IL-4、IL-17A、IL-17D、IL-17F、TLR3、TLR4和TGF-β表达上调[16]。在Chen等研究中发现SspA诱导前炎症因子的上调，包括IL-1β、IL-6、IL-8、IL-17A、CCL3、CCL4、CCL5和CX3CL1。此外，SspA不仅诱导了促炎因子的过度反应，而且在雏鸭脑中引起了对抗炎细胞因子如IL-10的强烈反应。此外，破坏SspA的表达不会导致这些炎症因子表达的增加。这些结果表明，鸭疫里默氏杆菌诱导了细胞因子反应的强烈失调，这种效应与SspA表达有关。总之，鸭疫里默氏杆菌进入鸭的中枢神经系统并引起脑炎，其特征是SspA介导的血脑屏障破坏。在这一病理生理过程中，SspA首先降解血脑屏障成分occludin（一种TJ蛋白）和BM蛋白胶原IV，导致血脑屏障破坏和通透性增加。随后，细胞因子和cam被上调，以聚集大量免疫细胞到大脑，这些细胞进一步分泌大量细胞因子，进一步破坏血脑屏障[15]。以上证据表明，细胞旁途径可能是鸭疫里默氏杆菌穿过血脑屏障进入中枢神经系统的关键途径。

四、防控措施

1.生物安全管理

环境卫生：定期清理和消毒养殖场环境，保持干燥和清洁，减少病原菌滋生。

隔离措施：严格控制人员、车辆和物资的进出，防止外部带入病原。

2.坚持“全进全出”制度

全进全出是防止鸭群感染本病的有效措施，养殖场应建立全进全出的饲养管理制度，不同批次，不同日龄的鸭不能混养，鸭群出栏后，对各种用具、场地、棚舍、水池进行全面消毒。

2.疫苗接种

定期接种：根据疾病流行情况，定期为鸭子和鸡群接种鸭疫里默氏杆菌疫苗，提高群体免疫力。

检测免疫效果：通过血清学检测和抗体水平监测，评估疫苗接种效果，及时调整接种方案

3.抗生素使用

科学使用：在兽医指导下，科学合理的使用抗生素，避免滥用和过度依赖，减少耐药性风险。

替代疗法：积极探索和应用噬菌体疗法等替代抗生素的手段，提高疾病防控效果。

参考文献

[1]Liu H， Wang X， Ding C， et al. Development and evaluation of a trivalent Riemerella anatipestifer-inactivated vaccine[J]. Clin Vaccine Immunol， 2013， 20（5）： 691-697.

[2]Wu H C， Chang W C， Wu M C， et al. Assessment of immunization regimens of duck Riemerella anatipestifer vaccines[J]. J Appl Microbiol， 2020， 129（5）： 1185-1192.

[3]程安春， 汪铭书， 陈孝跃， 等. 我国鸭疫里默氏杆菌血清型调查及新血清型的发现和病原特性[J]. 中国兽医学报， 2003（04）： 320-323.

[4]Zhang Y， Wang Y， Zhang Y， et al. Genome-Wide Analysis Reveals that PhoP Regulates Pathogenicity in Riemerella anatipestifer[J]. Microbiol Spectr， 2022， 10（5）： e0188322.

[5]Pathanasophon P， Sawada T， Tanticharoenyos T， et al. New serotypes of Riemerella anatipestifer isolated from ducks in Thailand[J]. Avian Pathol， 1995， 24（1）： 195-199.

[6]Li J， Zhang Y， Wang Y， et al. Immunogenicity of live phoP gene deletion strain of Riemerella anatipestifer serotype 1[J]. Poult Sci， 2023， 102（1）： 102294.

[7]Ren X， Wang X， Shi H， et al. Riemerella anatipestifer AS87_RS09170 gene is responsible for biotin synthesis， bacterial morphology and virulence[J]. Sci Rep， 2018， 8（1）： 14645.

[8]Liu M， Wang， J， Zhu， D， et al. Prevalence and characterization of Riemerella anatipestifer isolated from ducks and their environments in Shandong Province， China[J]. Avian Pathol， 2015， 44（5）： 361-367.

[10]吴坤. 鸭疫里默氏杆菌病流行特点及防控措施[J]. 农家致富， 2023（04）： 38-39.

[11]Maisey HC， Doran KS， Nizet V. Recent advances in understanding the molecular basis of group B Streptococcus virulence[J]. Expert Rev Mol Med. 2008， 22（10）：e27.

[12]Liu W， Hendren J， Qin XJ， et al. Normobaric hyperoxia attenuates early blood-brain barrier disruption by inhibiting MMP-9-mediated occludin degradation in focal cerebral ischemia[J]. Neurochem. 2009， 108（3）： 811-20.

[13]Banerjee A， Kim BJ， Carmona EM， et al. Bacterial Pili exploit integrin machinery to promote immune activation and efficient blood-brain barrier penetration[J]. Nat Commun. 2011， 6（2）： 462.

[14]Li S， Gong X， Chen Q， et al. Threshold level of Riemerella anatipestifer crossing blood-brain barrier and expression profiles of immune-related proteins in blood and brain tissue from infected ducks[J]. Vet Immunol Immunopathol. 2018， 200： 26-31.

[15]Chen Z， Zhu M， Liu D， et al. Occludin and collagen IV degradation mediated by the T9SS effector SspA contributes to blood-brain barrier damage in ducks during Riemerella anatipestifer infection[J]. Vet Res. 2024， 55（1）： 49.

[16]Wolburg H， Lippoldt A. Tight junctions of the blood-brain barrier： development， composition and regulation[J]. Vascul Pharmacol. 2002， 38（6）： 323-37.

[17]Chen Z， Niu P， Ren X， et al. Riemerella anatipestifer T9SS Effector SspA Functions in Bacterial Virulence and Defending Natural Host Immunity. Appl Environ Microbiol. 2022， 88（11）： e0240921.

[18]Mukherjee DV， Tonry JH， Kim KS， et al. Bacillus anthracis protease InhA increases blood-brain barrier permeability and contributes to cerebral hemorrhages[J]. PLoS One. 2011， 6（3）： e17921.

[19]Peng X， Luo Z， He S， et al. Blood-Brain Barrier Disruption by Lipopolysaccharide and Sepsis-Associated Encephalopathy[J]. Front Cell Infect Microbiol. 2021， 11： 768108.

[20]Doran KS， Liu GY， Nizet V. Group B streptococcal beta-hemolysin/cytolysin activates neutrophil signaling pathways in brain endothelium and contributes to development of meningitis[J]. Clin Invest. 2003， 112（5）： 736-44.